**摘要：**  
重组蛋白、单克隆抗体、AAV载体构建及慢载体构建等实验中，瞬时转染效率会直接影响表达产量、实验重复性以及后续工艺放大的稳定性。PEI（聚乙烯亚胺）作为经典阳离子聚合物转染试剂，因成本可控、操作相对简便、适合放大，并且可用于多种主流表达细胞系，长期应用于HEK293、293T、Expi293、CHO-S等细胞体系。本文围绕Polysciences / Kyfora Bio系列PEI转染体系，系统整理其在蛋白抗体瞬转、AAV载体构建、慢载体构建和工艺放大中的应用逻辑，并结合细胞状态、DNA质量、DNA:PEI比例、复合物孵育时间、稀释液选择、贴壁细胞与悬浮细胞操作流程等关键参数，形成一篇面向实验操作与工艺优化的技术参考文章。

**关键词：**  
Polysciences、Kyfora Bio、PEI转染试剂、PEI MAX、PEI 25K、Transporter 5、MAXgene GMP、293T转染、Expi293瞬转、CHO-S蛋白表达、抗体瞬转、AAV载体构建、慢载体构建、DNA:PEI比例、蛋白抗体表达

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# 一、蛋白抗体瞬转为什么高度依赖转染体系稳定性

重组蛋白与单克隆抗体的瞬时表达是生物制药研发、抗体筛选、结构生物学研究和基础科研中非常常见的实验环节。与稳定细胞株构建相比，瞬时转染具有周期短、灵活性高、适合快速验证构建体和表达条件等优点，因此在早期蛋白表达、抗体功能筛选、AAV载体构建、慢载体构建以及小中试工艺摸索阶段使用频率较高。但瞬时转染体系也高度依赖实验参数，尤其是转染试剂性能、细胞状态、质粒质量、培养条件和转染复合物形成条件。任何一个变量不稳定，都可能造成表达量波动、细胞活率下降、放大失败或批次间重复性差。因此，在建立蛋白抗体瞬转体系时，不能只关注“是否能转染成功”，还需要进一步关注体系是否稳定、是否可重复、是否适合后续放大。

在实际实验中，蛋白抗体瞬转常见问题主要集中在几个方面。首先是转染效率不足，尤其在CHO-S等相对难转染细胞中，外源DNA进入效率偏低会直接导致蛋白或抗体表达量不足。其次是细胞毒性问题，如果转染试剂或DNA复合物比例不合适，细胞在转染后活率快速下降，即使初始转染效率较高，最终收获产量也可能并不理想。第三是批次稳定性问题，不同批次试剂、不同状态细胞、不同纯度DNA之间的差异，会让表达实验出现明显波动。第四是工艺放大问题，小体积孔板或小摇瓶条件下可行的参数，在升规模或进入更大培养体系后未必能够保持同样表现。对于细胞工程与载体构建相关研究而言，部分项目还会进一步关注试剂等级、质量体系和文件支持，这也使得从科研级到更高质量要求产品之间的衔接变得更加重要。

PEI（Polyethylenimine，聚乙烯亚胺）是一类常用于瞬时转染的阳离子聚合物，其基本作用机制是通过正负电荷相互作用与带负电的DNA形成复合物，使DNA更容易被细胞摄取。进入细胞后，PEI还可通过“质子海绵效应”帮助复合物从内涵体或溶酶体途径中逃逸，从而提升外源基因表达机会。由于PEI具有成本较低、操作相对简单、可放大性强、适用于多种细胞体系等特点，因此在293T、HEK293、Expi293、CHO-S等表达体系中长期应用，也常用于蛋白抗体瞬转、AAV载体构建和慢载体构建等实验。

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# 二、Polysciences / Kyfora Bio PEI转染体系的技术特点

Polysciences系列PEI转染试剂长期应用于蛋白表达、抗体瞬转和载体构建等实验场景。其产品体系覆盖不同研发阶段和不同应用需求，包括PEI MAX、PEI 25K、Transporter 5以及MAXgene GMP等不同类型产品。2025年起，Polysciences转染与递送相关业务由Kyfora Bio独立运营，相关产品配方与质量标准保持延续性，因此在进行产品检索、文献查询或供应信息核实时，可能会同时看到Polysciences与Kyfora Bio两个品牌名称。对于实验人员而言，更重要的是理解不同PEI体系在应用阶段、配制便利性、质量体系、文件支持和放大适配性方面的差异，而不是简单将其视为同一种材料。

从技术应用角度看，PEI体系的核心优势主要体现在几个方面。第一，PEI转染体系对主流表达细胞系具有较好适配性，在HEK293、293T、Expi293和CHO-S等细胞中均可用于蛋白抗体表达或载体构建。第二，线性PEI与DNA形成的复合物在合适比例下可兼顾转染效率和细胞活率，避免因转染毒性过大而影响后续蛋白持续表达。第三，PEI体系更容易从小规模摸索向较大体积培养放大，适合从96孔板、6孔板、摇瓶到更大规模培养体系逐步优化。第四，不同等级产品可对应不同研发阶段，早期研究可选择科研级PEI体系，工艺放大或更高质量要求研究则可进一步考虑文件支持更完整的产品。

![Polysciences PEI与竞品在HEK和CHO细胞中的抗体表达量对比](https://developer.qcloudimg.com/http-save/yehe-12003223/9deec7bc5f4bdd4d95b0e71bfdd42939.png)

*图1：Polysciences PEI与竞品在HEK和CHO细胞中的抗体表达量对比。左侧为HEK细胞mAb表达量，右侧为CHO细胞mAb表达量，转染后8天检测。*

从图示结果可以看出，不同PEI体系在HEK和CHO细胞中的抗体表达表现存在差异。对于蛋白抗体瞬转而言，表达量不仅取决于转染试剂本身，还与细胞状态、培养基体系、质粒质量、转染比例和收获时间密切相关。因此，图中数据更适合理解为转染体系优化的参考方向，而不是所有细胞和所有构建体中都固定适用的结果。在实际实验中，仍建议针对具体细胞系、目标蛋白类型和培养条件进行小规模参数摸索。

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# 三、低细胞毒性与批次稳定性对瞬时表达的重要性

瞬时转染实验并不是转染进入细胞越多越好。对于蛋白和抗体表达而言，转染后细胞是否能保持较高活率、较稳定代谢状态以及较长时间分泌表达，往往决定最终产量。如果转染复合物比例过高、PEI过量或DNA质量较差，细胞可能在转染后短时间内出现明显毒性，表现为细胞活率下降、聚团增加、代谢异常、培养基酸化加快，最终导致表达量低于预期。因此，在优化PEI转染时，需要同时观察转染效率、细胞活率和最终蛋白产量，而不应只看短时间内的荧光表达比例。

批次稳定性同样是蛋白抗体瞬转中的关键指标。对于需要重复制备同一抗体或同一载体体系的实验室而言，如果转染试剂批次间差异较大，即使细胞、DNA和培养条件保持一致，表达结果仍可能出现明显波动。相对稳定的生产工艺与质量控制体系，有助于减少批间差异，提高实验可重复性。对于放大实验而言，这一点尤其重要，因为小规模体系中的轻微波动在大体积培养中可能被进一步放大。

![MAXgene GMP批次稳定性数据](https://developer.qcloudimg.com/http-save/yehe-12003223/33f8ab38af8d22cca307d0326d8a9504.png)

*图2：MAXgene GMP批次稳定性数据。三批MAXgene GMP转染悬浮HEK-293T细胞后，24h、48h、144h细胞增殖情况整体一致。*

从批次稳定性数据可以看到，不同批次转染体系在悬浮HEK-293T细胞中的细胞增殖表现较为接近。对于需要长期重复开展抗体表达、AAV载体构建或慢载体构建的研究团队而言，稳定的细胞增殖趋势有助于减少工艺波动，也有利于后续建立标准化SOP。

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# 四、PEI MAX、PEI 25K、Transporter 5与MAXgene GMP如何选型

Polysciences / Kyfora Bio体系中不同PEI产品面向不同阶段和不同使用习惯。PEI 25K通常为经典基础款PEI材料，需要实验室自行溶解和配制，适用于具备一定经验的研究人员进行常规转染和早期条件摸索。PEI MAX则属于更常用于蛋白表达和载体构建的线性PEI产品，水溶性和配制便利性更好，常用于HEK293、293T、CHO以及悬浮表达体系。Transporter 5通常以即用型形式出现，适合希望减少配制变量、提高操作便捷性的实验场景。MAXgene GMP则更多面向质量体系要求更高的研究或工艺开发场景，在文件支持和质量控制方面更加完整。

![Polysciences提供不同级别的PEI转染试剂](https://developer.qcloudimg.com/http-save/yehe-12003223/3eb858101cd5778bbf9fefd508abe6d5.png)

*图3：Polysciences / Kyfora Bio不同级别PEI转染试剂产品体系。*

从选型逻辑上看，如果实验处于早期探索阶段，研究人员通常会优先关注转染效率、细胞毒性和成本控制，可选择科研级PEI体系进行细胞系适配和条件摸索。如果实验已经进入重复生产、工艺放大或更高质量要求阶段，则需要进一步关注批次稳定性、文件完整性、质量体系以及是否适合从早期研究向后续工艺衔接。对于293T贴壁细胞慢载体构建、Expi293悬浮蛋白表达、CHO-S抗体瞬转等不同体系而言，虽然PEI转染的基本原理一致，但具体DNA用量、DNA:PEI比例、细胞密度、培养基体系和收获时间均需要分别优化。

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# 五、PEI转染试剂的配制与储存注意事项

PEI转染体系的稳定性与配制方法密切相关。以PEI MAX粉末配制1 mg/mL储备液为例，常规流程是将1 g PEI MAX加入约900 mL分子生物学级水中，使用磁力搅拌低速混匀，待粉末完全溶解后逐滴加入1N氢氧化钠调节pH，一般建议控制在6.3-6.7范围内，也可根据具体体系兼容至pH 7.1左右。随后补水定容至1 L，再次确认pH后使用0.22 μm PES滤膜进行无菌过滤，并分装至无菌HDPE或PP容器中，于2-8℃保存。

储存容器和冻融过程也会影响PEI溶液质量。PEI MAX溶液通常不建议反复冻融，2-8℃保存可维持较好性能。PEI 25K溶液可根据实验室使用习惯分装后-20℃保存，但解冻后应尽快在2-8℃条件下使用。Transporter 5等即用型溶液通常按照标签说明在2-8℃保存，不建议冷冻。需要注意的是，PEI溶液不建议使用聚碳酸酯（PC）瓶长期储存，避免材料相容性问题影响实验稳定性。

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# 六、293T贴壁细胞转染流程与关键控制点

293T等贴壁细胞常用于慢载体构建、AAV载体构建以及部分蛋白表达实验。贴壁细胞转染前的核心要求是细胞状态良好、密度适中、汇合度合适。一般建议在转染前18-24小时进行铺板，使转染时细胞汇合度达到70%-90%之间，具体可根据实验目的调整。若细胞过稀，细胞状态和代谢支持不足；若细胞过密，则可能影响内吞效率和后续表达。

在转染前，细胞应处于对数生长期，传代次数不宜过高，避免支原体污染，细胞活率应保持在较高水平。质粒DNA也需要满足无内毒素、高纯度和适当浓度等要求，通常建议OD260/280保持在1.8-2.0范围内，并尽量避免盐离子、蛋白、酚或RNA污染。对于多质粒体系实验，不同质粒之间的比例还需要根据具体系统进一步优化。

以12孔板单孔为例，可在转染前1-2小时去除旧培养基，用PBS轻轻洗涤后更换为含低血清的新鲜培养基。随后分别配制DNA稀释液和PEI稀释液，例如管A加入50 μL稀释液和0.75 μg质粒DNA，管B加入50 μL稀释液和1.5 μL 1 mg/mL PEI溶液。将管B缓慢加入管A后轻轻混匀，室温孵育约15分钟，使PEI-DNA复合物充分形成。孵育完成后，将复合物逐滴加入细胞孔中，并轻轻晃动培养板，使其均匀分布。转染后细胞继续在37℃、5% CO₂培养箱中培养，通常可在18-24小时后更换为完全培养基，并在24-48小时检测蛋白表达，或在72-96小时根据实验目的收集上清。

在贴壁体系中，复合物孵育时间不建议过长。孵育不足时，DNA与PEI复合物形成不充分；孵育过久则可能出现粒径增大、聚集和毒性增强，最终影响转染效率和细胞状态。通常10-20分钟是较常用的初始范围。

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# 七、Expi293与CHO-S悬浮细胞转染流程与放大思路

Expi293、CHO-S等悬浮细胞常用于蛋白抗体表达和较大规模瞬时转染。与贴壁细胞相比，悬浮细胞转染更关注细胞密度、摇瓶装液比例、振荡条件和培养体系通气状态。转染前通常需要在18-24小时内调整细胞，使转染当天细胞密度达到合适范围，例如2×10⁶ cells/mL左右，同时保持细胞活率高于95%。如果细胞密度过低，表达总量可能受限；如果细胞密度过高，代谢压力上升，乳酸和代谢废物积累增加，也可能导致表达量下降。

以250 mL摇瓶、50 mL终体积为例，转染当天可先确认细胞密度和活率，并将培养体积调整至约45 mL。随后分别配制DNA稀释液与PEI稀释液，例如管A加入2.5 mL稀释液和100 μg质粒DNA，管B加入2.5 mL稀释液和200 μL 1 mg/mL PEI溶液。将管B缓慢滴加到管A中，混匀后室温孵育约15分钟，再将5 mL复合物逐滴加入摇瓶中。悬浮体系通常可在37℃、5% CO₂、120 rpm左右条件下培养，具体转速需根据摇瓶类型、装液比例和培养系统优化。蛋白表达实验一般可在转染后72-96小时收集上清进行表达量检测。

在悬浮细胞放大时，不应简单按照体积线性增加所有参数，而应优先保持关键比例一致，例如DNA用量、PEI用量、细胞密度、复合物体积占总培养体积比例以及摇瓶装液比例。对于高密度转染体系，质粒用量可能需要下调，例如低密度体系常以1-2 μg DNA/10⁶细胞作为初始优化范围，而高密度体系则可能需要降低至0.4-0.8 μg DNA/10⁶细胞，以减少细胞毒性和代谢压力。

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# 八、PEI转染关键参数优化：DNA比例、细胞密度与稀释液选择

PEI转染优化的核心不是单纯追求某一个固定比例，而是根据细胞类型、表达目标和培养体系建立适合自己的参数窗口。DNA:PEI质量比通常可在1:1至1:4之间进行筛选。重组蛋白和抗体表达中，可从1:2或1:3开始摸索；AAV载体构建中可从1:2附近进行初步测试；慢载体构建中常见起点可为1:3左右。不同质粒大小、启动子强度、多质粒系统比例以及细胞状态都会影响最佳比例。

细胞密度同样关键。贴壁细胞通常要求转染时汇合度控制在70%-90%范围内，过低或过高均可能影响转染结果。悬浮细胞通常可在1-6×10⁶ cells/mL之间摸索，但不同体系对密度耐受性不同。对于低密度悬浮细胞，DNA用量可以适当高一些；对于高密度悬浮细胞，若DNA和PEI用量不做调整，细胞毒性可能明显升高，因此需要降低单位细胞DNA用量，并观察表达产量与活率之间的平衡。

复合物孵育时间一般建议控制在10-20分钟。孵育过短会导致PEI-DNA复合物形成不充分，孵育过长则可能造成复合物团聚，导致转染效率下降和毒性升高。稀释液也非常重要，常用选择包括150 mM NaCl、Opti-MEM无血清培养基或无血清DMEM等。原则上，不建议使用含血清或抗生素的培养基作为DNA和PEI复合物稀释液，因为血清蛋白可能干扰复合物形成，而抗生素在转染过程中的细胞毒性风险也会增加。

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# 九、常见转染问题与排查思路

当转染效率偏低时，首先需要排查细胞状态。传代次数过高、支原体污染、细胞结团、细胞活率下降或细胞长期处于非理想培养条件中，都可能导致转染效率明显下降。其次需要检查质粒质量，尤其是内毒素、OD260/280、盐残留、蛋白污染和RNA污染。对于蛋白抗体瞬转和多质粒体系实验而言，质粒质量往往是影响结果的底层因素。第三需要重新优化DNA:PEI比例、复合物孵育时间和细胞密度，避免直接沿用其他实验室参数。

当转染后细胞毒性较大时，可尝试降低PEI用量、减少DNA总量、缩短复合物暴露时间，或在转染后4-24小时内更换新鲜培养基。若毒性仍然明显，需要重点排查质粒内毒素污染以及复合物粒径异常问题。对于贴壁细胞，细胞过度汇合或状态过老也可能导致转染后死亡增加。对于悬浮细胞，装液比例过高、通气不足、密度过高或代谢压力过大，也会放大转染毒性。

关于抗生素使用，一般不建议在PEI转染前后短时间内加入抗生素。PEI转染会改变细胞膜通透性，抗生素可能增加细胞应激甚至导致细胞死亡。尤其在优化体系阶段，应尽量减少不必要变量，将培养基、细胞密度、DNA质量和PEI比例控制在稳定范围内。

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# 十、总结：PEI转染体系的价值在于可优化、可重复与可放大

PEI转染体系之所以在293T、Expi293、CHO-S等细胞中长期应用，是因为其兼具操作简便、成本相对可控、适用范围广和可放大性强等特点。对于重组蛋白、单克隆抗体、AAV载体构建和慢载体构建等实验而言，Polysciences / Kyfora Bio系列PEI转染试剂提供了从科研级到更高质量要求产品的不同选择，可帮助研究人员根据研发阶段、实验规模和文件需求进行转染体系搭建。

不过，PEI并不是“固定比例即可通用”的试剂。真正稳定的高表达结果，通常来自系统优化。实验人员需要围绕细胞状态、DNA质量、DNA:PEI比例、复合物孵育时间、细胞密度、培养体积、摇瓶装液比例和收获时间等关键因素逐步建立参数窗口。只有在这些变量稳定后，蛋白抗体瞬转、多质粒体系构建和规模化表达才能获得更好的重复性与可放大性。

本文基于**Kyfora Bio by Polysciences及PEI转染试剂相关应用、参考文献**等公开资料曼博生物整理发布，用于科研信息分享。

摘要：  重组蛋白、单克隆抗体、AAV载体构建及慢载体构建等实验中，瞬时转染效率会直接影响表达产量、实验重复性以及后续工艺放大的稳定性。PEI（聚乙烯亚胺）作为经典阳离子聚合物转染试剂，因成本可控、操作相对简便、适合放大，并且可用于多种主流表达细胞系，长期应用于HEK293、293T、Expi293、CHO-S等细胞体系。本文围绕Polysciences / Kyfora Bio系列PEI转染体系，系统整理其在蛋白抗体瞬转、AAV载体构建、慢载体构建和工艺放大中的应用逻辑，并结合细胞状态、DNA质量、DNA:PEI比例、复合物孵育时间、稀释液选择、贴壁细胞与悬浮细胞操作流程等关键参数，形成一篇面向实验操作与工艺优化的技术参考文章。

PEI转染试剂在293T、Expi293与CHO-S蛋白抗体瞬转中的应用：PEI MAX、Transporter 5与MAXgene GMP技术解析

重组蛋白、单克隆抗体、AAV载体构建及慢载体构建等实验中，瞬时转染效率会直接影响表达产量、实验重复性以及后续工艺放大的稳定性。PEI（聚乙烯亚胺）作为经典阳离子聚合物转染试剂，因成本可控、操作相对简便、适合放大，并且可用于多种主流表达细胞系，长期应用于HEK293、293T、Expi293、CHO-S等细胞体系。

应用科学家

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Polysciences/KyforaBio PEI转染试剂在蛋白抗体瞬转、AAV载体构建和慢载体构建中表现优异，适用于HEK293、293T、Expi293和CHO-S等细胞体系。文章详细解析了PEIMAX、PEI25K等产品的选型逻辑、转染参数优化及工艺放大策略，包括DNA:PEI比例、细胞密度、复合物孵育时间等关键因素，为生物制药研发提供可靠的技术参考。

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